Оптимизация молекулярно-генетических методов диагностики грибов рода Sclerotinia .

Грибы являются возбудителями множества болезней растений, наносящих значительный ущерб урожаю и приводящих к существенным экономическим потерям. Одними из самых широко распространенных и опасных патогенов являются грибы рода Sclerotinia. Представители данного рода способны поражать большинство важных сельскохозяйственных культур ввиду отсутствия у последних устойчивости, что впоследствии приводит к гибели растений. В связи с этим необходимо проводить диагностику растительного материала на наличие грибов данного рода. Целью исследований являлась апробация разработанных систем праймеров и зондов для выявления наиболее опасных представителей рода Sclerotinia – таких, как S. sclerotiorum, S. nivalis, S. borealis и S. Minor. Проверка проводилась как на заведомо положительных образцах культур грибов, так и на растениях с полей (в частности, озимой пшеницы – для проведения скринингового исследования и определения уровня зараженности S. borealis). Материалом для исследований послужили 24 образца грибов, относящихся к роду Sclerotinia, полученные из ООО «Сингента», и 37 образцов озимой пшеницы из разных мест возделывания. Определение видовой принадлежности культур грибов осуществлялось методом секвенирования по Сенгеру с использованием разработанных пар праймеров на участок гена β-tubulin (tub) и фрагмент кластера генов rRNA. Дополнительно были сконструированы олигонуклеотиды для проведения видовой дифференциации вида S. borealis методом полимеразной цепной реакции в реальном времени (ПЦР-РВ). При определении аналитических характеристик набора было показано отсутствие ложноположительных и ложноотрицательных результатов. Проведение скрининговых исследований 37 образцов озимой пшеницы показало наличие нуклеиновых кислот исследуемого патогена у 24,3% проанализированных образцов. При проведении исследования не было обнаружено сильно зараженных образцов, что говорит о нахождении патогена в начальной фазе его развития.

1. Abawi G.S., Grogan R.G. Epidemiology of diseases caused by Sclerotinia species. Phytopathology. 1979; 69:899–903.

2. Abd-Elmagid A., Garrido P., Hunger R. et al. Discriminatory simplex and multiplex PCR for four species of the genus Sclerotinia // Journal of Microbiological Methods. 2013; 92 (3):293–300.

3. Agrios G.N. Sclerotinia diseases. Plant pathology. 2005; 5:546–550.

4. Almquist C., Wallenhammar A. – C. Monitoring of plant and airborne inoculum of Sclerotinia sclerotiorum in spring oilseed rape using real-time PCR. Plant pathology. 2014; 64 (1):109–118.

5. Amselem J., Cuomo C., Van Kan J. et al. Genomic Analysis of the Necrotrophic Fungal Pathogens Sclerotinia sclerotiorum and Botrytis cinerea // PLOS Genetics. 2011; 7 (8): e1002230.

6. Andrade C., Tinoco M., Rieth A. et al. Host-induced gene silencing in the necrotrophic fungal pathogen Sclerotinia sclerotiorum // Plant pathology. 2015; 65 (4):626–632.

7. Attanayake R., Carter P., Jiang D. et al. Sclerotinia sclerotiorum Populations Infecting Canola from China and the United States Are Genetically and Phenotypically Distinct. Phytopathology. 2013; 103 (7):750–761.

8. Badet T., Peyraud R., Raffaele S. Common protein sequence signatures associate with Sclerotinia borealis lifestyle and secretion in fungal pathogens of the Sclerotiniaceae. Frontiers in Plant Science. 2015; 6.

9. Breslauer K., Frank R., Blöcker H., Marky L. Predicting DNA duplex stability from the base sequence // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1986; 83 (11):3746–3750.

10. Grau C.R., Hartman G.L. Sclerotinia stem rot. Compendium of soybean diseases, 1999; 4:46–48.

11. Heffer L.V., Johnson K.B. White Mold. The Plant Health Instructor, 2007.

12. Kibbe W.A. «OligoCalc: an online oligonucleotide properties calculator» // Nucleic Acids Research. 2007; 35 (webserver issue). 39

13. Li G., Wang D., Jiang D. et al. First report of Sclerotinia nivalis on lettuce in central China // Mycological Research. 2000; 104 (2):232–237.

14. Mardanov A., Beletsky A., Kadnikov V., Ignatov A., Ravin N. Draft Genome Sequence of Sclerotinia borealis, a Psychrophilic Plant Pathogenic Fungus. Genome Announcement. 2014; 2 (1).

15. Melzer M.S., Smith E.A., Boland G.J. Index of plant host of Sclerotinia minor // Canadian Journal of Plant Pathology. 1997; 19:272–280.

16. National Center for Biotechnology Information (NCBI) // Bethesda (MD): National Library of Medicine (US), National Center for Biotechnology Information. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/1988 (дата обращения: 06.03.2022).

17. O’Sullivan C., Belt K., Thatcher L. Tackling control of a cosmopolitan phytopathogen: Sclerotinia // Frontiers in Plant Science. 2021; 12:707509.

18. Peltier A., Bradley C., Chilvers M. et al. Biology, Yield loss and Control of Sclerotinia Stem Rot of Soybean // Journal of Integrated Pest Management. 2012; 3 (2):1–7.

19. Purdy L. Sclerotinia sclerotiorum: History, Diseases and Symptomatology, Host Range, Geographic Distribution, and Impact // Phytopathology. 1979; 69 (8):875.

20. Saharan G.S., Mehta N. Ultrastructures. Sclerotinia Diseases of Crop Plants: Biology, Ecology and Disease Management, 2008: 163–199.

21. Saharan G.S., Mehta N. Disease Forecasting. Sclerotinia Diseases of Crop Plants: Biology, Ecology and Disease Management. 2008; 279–283.

22. Smolińska U., Kowalska B. Biological control of the soil-borne fungal pathogen Sclerotinia sclerotiorum – a review // Journal of Plant Pathology. 2018; 100 (1):1–12.

23. Universal Protein Resource (UniProt). URL: https://www.uniprot.org/ (дата обращения: 23.11.2021).

24. Wang C., Shang W. et al. White rot of Panax quinquefolius caused by Sclerotinia nivalis // Plant pathology. 2021; 70 (9):2034–2045.

25. Willetts H., Wong J. The biology of Sclerotinia sclerotiorum, S. trifoliorum and S. minor with emphasis on specific nomenclature // The Botanical Review. 1980; 46 (2):101–165.

26. Wu B., Subbarao K., Qin Q. Nonlinear colony extension of Sclerotinia minor and S. sclerotiorum // Mycologia. 2008; 100 (6):902–910.

27. Young C.S., Werner C.P. Infection routes for Sclerotinia sclerotiorum in apetalous and fully petalled winter oilseed rape // Plant Pathology. 2012; 61:730–738.

28. Zhao Z., Liu H., Luo Y. et al. Molecular evolution and functional divergence of tubulin superfamily in the fungal tree of life // Scientific Reports. 2014; 4 (1).