Белая гниль сои: особенности патогенеза, биологические свойства патогена и меры защиты

   Sclerotinia sclerotiorum – опасный широкоспециализированный некротрофный фитопатоген, поражающий около 400 видов растений, включая такие экономически важные культуры, как подсолнечник, рапс, соя и др.). Этот гриб вызывает белую гниль (син. – склеротиниоз) – одну из самых вредоносных болезней, особенно в регионах с прохладным и влажным климатом. Возбудитель S. sclerotiorum имеет простой жизненный цикл, в котором заражение происходит либо мицелием из покоящихся склероциев в почве, либо аскоспорами из апотециев. Патоген может проникать через прикорневую часть стебля либо аэрогенно через цветки и отмершие ткани растений. Посевы сои в России постоянно расширяются, поэтому патоген представляет особую проблему, приводя к значительным потерям урожая. В данном обзоре обобщены современные данные о биологии S. sclerotiorum, механизмах патогенности и взаимодействия с растением-хозяином, путях его распространения и об оценке вредоносности. Рассмотрены методы мониторинга и диагностики белой гнили сои, существующие методы защиты (агротехнические, биологические и химические), а также достижения и проблемы в селекции сои на устойчивость к белой гнили. В заключение обсуждаются перспективные направления исследований, направленные на разработку более эффективных и экологически безопасных методов защиты сои от S. sclerotiorum.

1. Блинова С.А., Конышева М.Л., Шварцев А.А., Соловьев А.А. и др. Оптимизация молекулярно-генетических методов диагностики грибов рода Sclerotinia // Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2022. № 6. С. 31-42. doi: 10.26897/0021-342X-2022-6-31-42

2. Маслиенко Л.В., Курилова Д.А., Шипиевская Е.Ю. Скрининг штаммов антагонистов возбудителя белой гнили рапса // Масличные культуры. 2012. № 2. С. 183-191

3. Albert D., Dumonceaux T., Carisse O., Beaulieu C. et al. Combining desirable traits for a good biocontrol strategy against Sclerotinia sclerotiorum. Microorganisms. 2022;10(6):1189. doi: 10.3390/microorganisms10061189

4. Alkooranee J.T., Aledan T.R., Ali A.K., Lu G. et al. Detecting the hormonal pathways in oilseed rape behind induced systemic resistance by Trichoderma harzianum TH12 to Sclerotinia sclerotiorum. PLoS One. 2017;12(1): e0168850. doi: 10.1371/journal.pone.0168850

5. Andrade C.M., Tinoco M.L.P., Rieth A.F., Maia F.C.O. et al. Host-induced gene silencing in the necrotrophic fungal pathogen Sclerotinia sclerotiorum. Plant Pathology. 2016;65(4):626-632. doi: 10.1111/ppa.12447

6. Bardin S.D., Huang H.C. Research on biology and control of Sclerotinia diseases in Canada. Canadian Journal of Plant Pathology. 2001;23:88-98. doi: 10.1080/07060660109506914

7. Bolton M.D., Thomma B.P.H.J., Nelson B.D. Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary: biology and molecular traits of a broad host range pathogen. Molecular Plant Pathology. 2006;7(1):1-16. doi: 10.1111/j.1364-3703.2005.00316.x

8. Cheng Y., Lou H., He H., He X. et al. Genomic and biological control of Sclerotinia sclerotiorum using an antagonistic strain Bacillus velezensis 20507. Frontiers in Microbiology. 2024;15:1385067. doi: 10.3389/fmicb.2024.1385067

9. Derbyshire M.C., Denton-Giles M. The control of Sclerotinia stem rot on oilseed rape (Brassica napus): current practices and future opportunities. Plant Pathology. 2016;65(6):859-877. doi: 10.1111/ppa.12517

10. Duarte P.A., Menze L., Shoute L., Zeng J. et al. Highly efficient capture and quantification of airborne S. sclerotiorum spores using a nanoelectrode-activated microwell array. ACS Omega. 2022;7(1):459-468. doi: 10.1021/acsomega.1c04878

11. Elsheshtawi M., Elkhaky M.T., Sayed S.R. Integrated control of white rot disease on beans caused by Sclerotinia sclerotiorum using Contans® and reduced fungicide application. Saudi Journal of Biological Sciences. 2017;24(2):405-409. doi: 10.1016/j.sjbs.2016.01.038

12. Fan J., Li J., Ren S. et al. Natural variation in BnaA07.MKK9 confers resistance to Sclerotinia stem rot in oilseed rape. Nature Communications. 2024;15:5059. doi: 10.1038/s41467-024-49504-6

13. Geng R., Shan Y., Li L., Shi C.-L. et al. CRISPR/Cas9-editing of BnaIDA genes prevents silique shattering, floral organ abscission and Sclerotinia spread in rapeseed. Plant Communications. 2022;3(6):100452. doi: 10.1016/j.xplc.2022.100452

14. Gustavo C.B., André B.P., David S.J., Felipe F.S. et al. Incidence and severity of white mold for soybean under different cultural practices and local meteorological conditions. Plant Disease. 2015;31(4):1004-1014. doi: 10.14393/BJ-v31n4a2015-26125

15. Hossain M.M., Sultana F., Rubayet M.T. et al. White mold: a global threat to crops and key strategies for its sustainable management. Microorganisms. 2024;13(1):4. doi: 10.3390/microorganisms13010004

16. Kabbage M., Yarden O., Dickman M.B. Pathogenic attributes of Sclerotinia sclerotiorum: switching from a biotrophic to necrotrophic lifestyle. Plant Pathology. 2015;64(5):1004-1016. doi: 10.1111/ppa.12344

17. Kandel R., Chen C.Y., Grau C.R. et al. Soybean resistance to white mold: evaluation of soybean germplasm under different conditions and validation of QTL. Frontiers in Plant Science. 2018;9:505. doi: 10.3389/fpls.2018.00505

18. Kandel Y.R., Hunt C., Ames K. et al. Meta-analysis of yield response of soybean to foliar fungicides in the United States and Canada. Plant Disease. 2021;105(5):1382-1389. doi: 10.1094/PDIS-07-20-1578-RE

19. Khan H.A., Mukhtar M., Bhatti M.F. Mycovirus-induced hypovirulence in notorious fungi Sclerotinia : a comprehensive review. Brazilian Journal of Microbiology. 2023;54(4):2071-2091. doi: 10.1007/s42770-023-01073-9

20. Lehner M.S., de Paula Junior T.J., Del Ponte E.M., Mizubuti E.S.G. et al. Independently founded populations of Sclerotinia sclerotiorum from a tropical and a temperate region have similar genetic structure. PLoS One. 2017;12(4): e0173915. doi: 10.1371/journal.pone.0173915

21. Liu S., Fu L., Chen J. et al. Baseline sensitivity of Sclerotinia sclerotiorum to metconazole and the analysis of cross-resistance with carbendazim, dimethachlone, boscalid, fluazinam, and fludioxonil. Phytoparasitica. 2021;49:123-130. doi: 10.1007/s12600-020-00867-8

22. Ma W., Ding J., Jia Q., Li Q. et al. A novel strain of Bacillus cereus with a strong antagonistic effect specific to Sclerotinia and its genomic and transcriptomic analysis. Microorganisms. 2024;12(3):611. doi: 10.3390/microorganisms12030611

23. Massawe V.C., Hanif A., Farzand A., Mburu D.K. et al. Volatile compounds of endophytic Bacillus spp. have biocontrol activity against Sclerotinia sclerotiorum. Phytopathology. 2018;108(12):1373-1385. doi: 10.1094/PHYTO-04-18-0118-R

24. Maui A., Sauranbaev B.N., Orazbayev K.I. Soybean pathogens in the southeast of Kazakhstan. Journal of social, humanities and administrative sciences. 2017;3(5):20-26.

25. McCaghey B., Shao X., Kurzejeski E., Lindstrom T. et al. Host-induced gene silencing of a Sclerotinia sclerotiorum oxaloacetate acetylhydrolase using Bean pod mottle virus reduces white mold severity on soybean. Frontiers in Plant Science. 2021;12:677631. doi: 10.3389/fpls.2021.677631

26. Mueller D.S., Chilvers M.I., Malvick D.K., Mueller J.G. et al. Fungicide sensitivity of Sclerotinia sclerotiorum isolates from soybean in the United States // Plant Disease. 2023;107(4):1231-1238. doi: 10.1094/PDIS-07-22-1707-RE

27. Newman T.E., Derbyshire M.C., Solis-Moya E. et al. The broad host range pathogen Sclerotinia sclerotiorum produces multiple effector proteins that induce host cell death intracellularly. Molecular Plant Pathology. 2023;24(7):866-881. doi: 10.1111/mpp.13291

28. O’Sullivan C.A., Belt K., Thatcher L.F. Tackling control of a cosmopolitan phytopathogen: Sclerotinia. Frontiers in Plant Science. 2021;12:707509. doi: 10.3389/fpls.2021.707509

29. Reich J., Lamppa R.S., Venette J., Chilvers M.I. et al. Predicting airborne ascospores of Sclerotinia sclerotiorum through machine learning and statistical methods. Plant Pathology. 2024;73(6):1-16. doi: 10.1111/ppa.13902

30. Saharan G.S., Mehta N. Sclerotinia Diseases of Crop Plants: Biology, Ecology and Disease Management. Berlin, Germany: Springer, 2008:531.

31. Schmidt C.S., Mrnka L., Lovecká P., Frantík T. et al. Bacterial and fungal endophyte communities in healthy and diseased oilseed rape and their potential for biocontrol of Sclerotinia and Phoma disease. Scientific Reports. 2021;11:3657. doi: 10.1038/s41598-021-81937-7

32. Shoute L.C.T., Anwar A., MacKay S. et al. Immuno-impedimetric Biosensor for Onsite Monitoring of Ascospores and Forecasting of Sclerotinia Stem Rot of Canola. Scientific Reports. 2018; 8:12396. doi: 10.1038/s41598-018-30167-5

33. Silva R.A., Lehner M.S., Paula Júnior T.J. et al. Fungicide sensitivity of isolates of Sclerotinia sclerotiorum from different hosts and regions in Brazil and phenotypic instability of thiophanate-methyl resistant isolates. Tropical plant pathology. 2024;49:93-103. doi: 10.1007/s40858-023-00629-x

34. Smolinska U., Kowalska B. Biological control of the soil-borne fungal pathogen Sclerotinia sclerotiorum – a review. Journal of Plant Pathology. 2018;100(1):1-12. doi: 10.1007/s42161-018-0023-0

35. Verma R., Kaur J. Expression of barley oxalate oxidase confers resistance against Sclerotinia sclerotiorum in transgenic Brassica juncea. Transgenic Research. 2021;30(2):143-154. doi: 10.1007/s11248-021-00234-1

36. Vitorino L.C., Silva F.O.D., Cruvinel B.G., Bessa L.A. et al. Biocontrol Potential of Sclerotinia sclerotiorum and Physiological Changes in Soybean in Response to Butia archeri Palm Rhizobacteria. Plants. 2020;9(1):64. doi: 10.3390/plants9010064

37. Williams B., Kabbage M., Kim H.J., Britt R. et al. Tipping the balance: Sclerotinia sclerotiorum secreted oxalic acid suppresses host defenses by manipulating the host redox environment. PLoS Pathogens. 2011;7(6): e1002107. doi: 10.1371/journal.ppat.1002107

38. Wytinck N., Ziegler D.J., Walker P.L., Sullivan D.S. et al. Host-induced gene silencing of the Sclerotinia sclerotiorum AbHydrolase-3 gene reduces disease in transgenic canola (Brassica napus). PLoS ONE. 2022;17(8): e0261102. doi: 10.1371/journal.pone.0261102

39. Xu L., Li G., Jiang D., Chen W. Sclerotinia sclerotiorum: an evaluation of virulence theories. Annual Review of Phytopathology. 2018;56:311-338. doi: 10.1146/annurev-phyto-080417-050052

40. Ziesman B.R., Turkington T.K., Basu U., Strelkov S.E. A Quantitative PCR System for Measuring Sclerotinia sclerotiorum in Canola (Brassica napus). Plant Disease. 2016;100(5):984-990. doi: 10.1094/PDIS-05-15-0605-RE