Факторы индукции гиногенеза огурца (Cucumis sativus L.) в культуре семязачатков

Повышение эффективности технологии производства удвоенных гаплоидов является актуальной задачей в целях расширения возможностей фундаментальных исследований и повышения темпов селекции коммерческих F1-гибридов. В данном исследовании изучено влияние  компонентов  индукционной  питательной  среды,  гидролизата  казеина  250  мг/л, 500 мг/л, глутатиона 10 мг/л, сочетания регуляторов роста TDZ 0,04 мг/л, 2,4-D0,15 мг/л на гиногенную отзывчивость огурца в культуре неоплодотворенных семязачатков. У 2 образцов показано повышение частоты гиногенной индукции семязачатков более чем в 2 раза при культивировании на индукционной питательной среде, дополненной 250 мг/л гидролизата казеина. Добавление в питательную среду 10 мг/л глутатиона способствует повышению частоты гиногенной индукции семязачатков в 1,5–2 раза у 3 образцов из 6. Сочетание регуляторов роста TDZ 0,04 мг/л, 2,4-D0,15 мг/л повышает частоту гиногенной индукции семязачатков в 1,5–2 раза у 2 образцов из 6. Установлено, что культивирование фрагментов завязи огурца на питательной среде, дополненной 0,5 мг/л путресцина, приводит к резкому снижению частоты гиногенной индукции семязачатков. Полученные данные о влиянии компонентов индукционной питательной среды в культуре семязачатков могут быть использованы для оптимизации технологии производства удвоенных гаплоидов огурца.

1. Вишнякова А.В., Александрова А.А., Монахос С.Г. Факторы прямого прорастания микроспорогенных эмбриоидов Brassica Napus L. // Известия ТСХА. – 2022. – № 6. – С. 43–53.

2. Григолава Т.Р., Вишнякова А.В., Синицына А.А. и др. Методические подходы создания удвоенных гаплоидов сахарной и столовой свеклы (Beta vulgaris L.) // Вавиловский журнал генетики и селекции. – 2021. – Т. 25, № 3. – С. 276–283.

3. Домблидес Е.А., Шмыкова Н.А., Белов С.Н. и др. Получение DH-растений огурца (Cucumis sativus L.) в культуре неопыленных семяпочек in vitro // Овощи России. – 2019. – № 6. – С. 3–9.

4. Осминина Е.В., Монахос С.Г. Особенности индукции гиногенеза в культуре изолированных семязачатков и фрагментов завязи Cucumis sativus L. // Материалы Международной научной конференции молодых ученых и специалистов, посвященной 135-летию со дня рождения А.Н. Костякова (г. Москва, 6–8 июня 2022 г.). – М.: РГАУ-МСХА имени К.А. Тимирязева, 2022. – Т. 2. – С. 301–304.

5. Шмыкова Н.А., Химич Г.А., Коротцева И.Б., Домблидес Е.А. Перспективы получения удвоенных гаплоидов растений семейства Cucurbitaceae // Овощи России. – 2015. – № 3–4. – С. 28–31.

6. Ahmad N., Anis M. In Vitro Mass Propagation of Cucumis sativus L. from Nodal Segments // Turkish Journal of Botany. – 2005. – Vol. 29, № 3. – Pр. 237–240.

7. Baktemur G., Keles D., Kara E. et al. Effects of Genotype and Nutrient Medium on Obtaining Haploid Plants through Ovary Culture in Cucumber // Molecular Biology Reports. – 2022. – Vol. 49, № 6. – Pр. 5451–5458.

8. Bednarek P.T., Orłowska R., Mankowski D.R. et al. Glutathione and Copper Ions as Critical Factors of Green Plant Regeneration Efficiency of Triticale In Vitro Anther Culture // Frontiers in Plant Science. – 2022. – Vol. 13. – Art. 926305. DOI: 10.3389/fpls.2022.926305.

9. Deng Y., Tang B., Zhou X. et al. Direct Regeneration of Haploid or Doubled Haploid Plantlets in Cucumber (Cucumis sativus L.) through Ovary Culture // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. – 2020. – Vol. 142, № 2. – Pр. 253–268.

10. Diao W.P., Jia Y.Y., Song H. et al. Efficient Embryo Induction in Cucumber Ovary Culture and Homozygous Identification of the Regenetants Using SSR Markers // Scientia Horticulturae. – 2009. – Vol. 119, № 3. – Pр. 246–251.

11. Dong Y.Q., Zhao W.X., Li X.H. et al. Androgenesis, Gynogenesis, and Parthenogenesis Haploids in cucurbit species // Plant Cell Reports. – 2016. – Vol. 35. – Pр. 1991–2019.

12. Elmeer K.E.S. Factors Regulating somatic embryogenesis in plants // Somatic Embryogenesis and Gene Expression. – New Delhi: Narosa Publ., 2013. – Pр. 56–81.

13. Erol M.H., Sarı N. The Effect of Ovule-ovary Culture and Spermidine-putrescine Applications on Haploid Embryo Induction of Cucumber (Cucumis sativus L.) // Alatarim. – 2019. – Vol. 18, № 2. – Pр. 108–117.

14. Gemes-Juhasz A., Balogh Р., Ferenczy А., Kristof Z. Treatment on In Vitro Gynogenesis Induction in Cucumber (Cucumis sativus L.) // Effect of Optimal Stage of Female Gametophyte and Heat Plant Cell Reports. – 2002. – Vol. 21. – Pр. 105–111.

15. Golabadi M., Ghanbari Y., Keighobadi K., Ercisli S. Embryo and Callus Induction by Different Factors in Ovary Culture of Cucumber // Journal of Applied Botany and Food Quality. – 2017. – Vol. 90. – Pр. 68–75. DOI: 10.5073/JABFQ.2017.090.010.

16. Li J.W., Si S.W., Cheng J.Y. et al. Thidiazuron and Silver Nitrate Enhanced Gynogenesis of Unfertilized Ovule Cultures of Cucumis sativus // Biologia Plantarum. – 2013. – Vol. 57, № 1. – Pр. 164–168.

17. Shalaby T.A. Factors Affecting Haploid Induction through In Vitro Gynogenesis in Summer Squash (Cucurbita pepo L.) // Scientia Horticulturae. – 2007. – Vol. 115, № 1. – Pр. 1–6. DOI: 10.1016/j.scienta.2007.07.008.

18. Skalova D., Ondrej V., Dolezalova I. et al. Polyploidization Facilitates Biotechnological In Vitro Techniques in the Genus Cucumis // BioMed Research International. – 2010. – Vol. 2010. – Art. 475432. DOI: 10.1155/2010/475432.

19. Sriskandarajah S., Sameri М., Lerceteau-Köhler Е., Westerbergh А. Increased Recovery of green doubled haploid plants from barley anther culture // Crop Science. – 2015. – Vol. 55, № 6. – Pр. 2806–2812. DOI: 10.2135/cropsci2015.04.0245.

20. Tang F. In Vitro Production of Haploid and Doubled Haploid Plants from Pollinated Ovaries of Maize (Zea mays) // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. – 2006. – Vol. 84. – Pр. 233–237.

21. Tantasawat P.A., Sorntip A., Poolsawat O. et al. Evaluation of Factors Affecting Embryo-like Structure and Callus Formation in Unpollinated Ovary Culture of Cucumber (Cucumis sativus) // International Journal of Agriculture and Biology. – 2015. – Vol. 17, № 3. – Pр. 613–618. https://doi.org/10.17957/ijab.17.3.14.257.

22. Thiruvengadam M., Chung I.M. Phenolic Compound Production and Biological Activities from In Vitro Regenerated Plants of Gherkin (Cucumis anguria L.) // Electronic Journal of Biotechnology. – 2015. – Vol. 18, № 4. – Pр. 295–301.

23. Thiruvengadam M., Rekha K.T., Jayabalan N. et al. Effect of Exogenous Polyamines Enhances Somatic Embryogenesis via Suspension Cultures of Spine Gourd (Momordica dioica Roxb. ex. Willd.) // Australian Journal of Crop Science. – 2013. – Vol. 7, № 3. – Pр. 446–453.

24. Wędzony M., Forster B.P., Żur I. et al. Progress in Doubled Haploid Technology in Higher Plants // Advances in Haploid Production in Higher Plants. – 2009. – Pр. 1–33.

25. Lee S.Y., Lee J.H., Kwon T.O. Selection of Salt-tolerant Doubled Haploids in Rice Anther Culture // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. – 2003. – Vol. 74. – Pр. 143–149.

26. Zeng A., Song L., Cui Y., Yan J. Reduced Ascorbate and Reduced Glutathione Improve Embryogenesis in Broccoli Microspore Culture // South African Journal of Botany. – 2017. – Vol. 109. – Pр. 275–280. DOI: 10.1016/j.sajb.2017.01.005.

27. Zhu Y., Sun D., Deng Y. Regeneration of double haploid plants from unpollinated ovary cultures of watermelon // Research Square. – 2019. – URL: https://www.researchsquare.com/article/rs-4797/v1/ (дата обращения: 12.02.2024). DOI: 10.21203/rs.2.14098/v1.

28. Zieliński K., Krzewska M., Żur I. et al. The Effect of Glutathione and Mannitol on Androgenesis in Anther and Isolated Microspore Cultures of Rye (Secale cereale L.) // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. – 2020. – Vol. 140, № 3. – Pр. 577–592. DOI: 10.1007/s11240-019-01754-9.

29. Żur I., Dubas E., Krzewska M. et al. Glutathione Provides Antioxidative Defence and Promotes Microspore-derived Embryo Development in Isolated Microspore Cultures of Triticale (× Triticosecale Wittm.) // Plant Cell Reports. – 2019. – Vol. 38. – Pр. 195–209. DOI: 10.1007/s00299-018-2362-x.