Факторы прямого прорастания микроспорогенных эмбриоидов Brassica Napus L.

Культура изолированных микроспор – основной метод производства удвоенных гаплоидов рапса, широко используемый в научно-исследовательских учреждениях и коммерческих компаниях. Протокол производства эмбриоидов рапса хорошо разработан и эффективен для многих генотипов, при этом сохраняются сложности, выражающиеся в низкой частоте регенерации проростков из эмбриоидов. При применении стандартного протокола регенерация проростков из микроспорогенных эмбриоидов, как правило, включает стадию каллусообразования и последующей регенерации адвентивных побегов, или вторичных эмбриоидов, что увеличивает срок производства растений-регенерантов и затрудняет производство удвоенных гаплоидов. Выявление факторов, влияющих на частоту прямого прорастания эмбриоидов, позволит увеличить частоту формирования проростков и сократить срок производства растений-регенерантов. При проведении исследований было изучено влияние кислотности среды на продолжительность регенерации проростков при культивировании микроспорогенных эмбриоидов рапса, а также влияние воздействия на микроспорогенные эмбриоиды в семядольной стадии развития пониженных температур +1 и +5℃ в течение 3, 6, 8, 9, 12 дней при культивировании в темноте на частоту прямого прорастания эмбриоидов. Повышение рН питательной среды с 5,8 до 6,1 увеличило частоту прямого прорастания эмбриоидов на 18% и общую частоту регенерации проростков с 46 до 76%. Культивирование эмбриоидов при низких положительных температурах повлияло на частоту прямого прорастания эмбриоидов в сеянцы: наблюдали максимальную частоту прямого прорастания эмбриоидов 44–53% при культивировании при +1℃ в течение 6 и 9 дней. При культивировании эмбриоидов при +5℃ частота прямого прорастания составляла 0–10%, в контрольном варианте без холодовой обработки – 16%.

1. Ahmadi B., Ghadimzadeh A.F., Moghaddam K. Alizadeh Embryogenesis and plant regeneration from isolated microspores of Brassica napus L. under different incubation time M. // J. Food Agric. Environ. – 2011. – Т. 9. – С. 434–437.

2. Babbar S., Agarwal P. Isolated microspore culture of Brassica: an experimental tool for developmental studies and crop improvement // Indian J. – 2004. – № 3. – P. 185–202.

3. Belmonte M.F., Ambrose S.J., Ross A.R.S., Abrams S.R., Stasolla C. Improved development of microspore derived embryo cultures of Brassica napus cv Topaz following changes in glutathione metabolism // Physiologia Plantarum. – 2006. – № 127. – P. 690–700.

4. Corral-Martínez P. Doubled haploid production in high-and low-response genotypes of rapeseed (Brassica napus) through isolated microspore culture / P. Corral-Martínez C., Camacho-Fernandez R., Mir J.M. Seguı´-Simarro // Doubled haploid technology. – Humana: New York, NY, 2021. – С. 129–144.

5. Coventry J., Kott L., Beversdorf W.D. Manual for microspore culture technique for Brassica napus // In Technical bulletin (Ontario Agricultural College. Dept. of Crop Science); O.A.C. publication, 0489, University of Guelph. – 1988.

6. Chuong P.V., Deslauriers C., Kott L.S., Beversdorf W.D. Effects of donor genotype and bud sampling on microspore culture of Brassica napus // Can. J. Bot. – 1988. – Vol. 66. – P. 1653–1657.

7. Custers J.B.M., Eds. M., Maluszynski K.J., Kasha B.P., Forster I. Szarejko Microspore culture in rapeseed (Brassica napus L.) // Doubled haploid production in crop plants. – Kluver Academic Publisher. – 2003. – P. 185–194.

8. Forster B.P., Thomas W.T.B. Doubled haploids in genetics and plant breeding // Plant breeding reviews. – 2010. – Т. 25. – С. 57–88.

9. Gamborg O.L., Miller R.A., Ojima K. Nutrient requirement of suspension cultures of soybean root cells // Exp Cell Res. – 1968. – Vol. 50. – P. 151–158.

10. Gland-Zwerger A. Culture conditions affecting induction and regeneration in isolated microspore cultures of different Brassica species // GCIRC Proceedings of the Ninth International Rapeseed Congress. GCIRC, Cambridge, UK. – 1995. – С. 799–801.

11. Huang B. et al. Plant regeneration from microspore‐derived embryos of Brassica napus: Effect of embryo age, culture temperature, osmotic pressure, and abscisic acid // In vitro Cell Dev Biol. – 1991. – Vol. 27. – P. 28‐31.

12. Klutschewski S. Methodical improvements in microspore culture of Brassica napus L.: dis. zur Erlangung des Doktorgrades. – Göttingen, Germany, 2012. – P. 91.

13. Kott L.S., Beversdorf W.D. Enhanced plant regeneration from microspore-derived embryos of Brassica napus by chilling, partial desiccation and age selection // Plant Cell Tissue Organ Cult. – 1990. – Vol. 23. – Pр. 187–192.

14. Lichter R. Induction of haploid plants from isolated pollen of Brassica napus // Zeitschrift für Pflanzenphysiologie. – 1982. – Т. 105, № 5. – С. 427–434.

15. Seguí-Simarro J.M. Doubled haploid technology // Methods in Molecular Bsiology. – 2021. – Т. 2287. 50

16. Sendra A.R. Calcium and cell wall dynamics during microspore embryogenesis and doubled haploid production in rapeseed and eggplant: Thesis …Doctor in Biotechnology. – Valencia, 2017. – P. 235.

17. Smykalova I. et al. Efficiency of microspore culture for doubled haploid production in the breeding project «czech winter rape» // Genet. Plant Breed. – 2006. – Pр. 58–71.

18. Tian H., Yaoy C.H., Sun M.X. High frequency conversion of microspore-derived embryos of Brassica napus cv. Topas by supplemental calcium and vitamins // Plant Cell Tissue and Organ Culture. – 2004. – Vol. 76. – Pр. 159–165.

19. Touraev A., Forster B.P., Jain S.M. Advances in haploid production in higher plants. – Berlin: Springer, 2009. – С. 161–169.

20. Yuan S. et al. Effects of pH, MES, arabinogalactan-proteins on microspore cultures in white cabbage // Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). – 2012. – Т. 110, № 1. – С. 69–76.

21. Zhang G.Q. et al. Plant development from microspore-derived embryos in oilseed rape as affected by chilling, desiccation and cotyledon excision // Biologia Plantarum. – 2006. – Т. 50, № 2. – С. 180–186.

22. Wedzony M., Touraev A., Forster B.P., Jain S.M. et al. Progress in doubled haploid technology in higher plants // Advances in haploid production in higher plants. Springer. – Dordrecht: Netherlands, 2009. – Pр. 1‐33.

23. Вишнякова А.В., Александрова А.А. Изучение факторов, влияющих на регенерационную способность эмбриоидов рапса ярового, полученных в культуре изолированных микроспор // Сборник статей Международной научной конференции «Агробиотехнология-2021». – М.: Российский государственный аграрный университет – МСХА им. К.А. Тимирязева, 2021. – С. 648–652.

24. Зубарева И.А., Головешкина Е.Н., Виноградова С.В., Грибова Т.Н., Игнатов А.Н. и др. Создание дигаплоидных линий Brassica napus L. – доноров устойчивости к вирусу мозаики турнепса // Сельскохозяйственная биология. – 2013. – № 5. – С. 122–125.

25. Монахос С.Г. Создание чистых линий – удвоенных гаплоидов капусты в культуре изолированных микроспор и селекция F1-гибридов на основе современных методов биотехнологии: Методические рекомендации. – М.: Изд-во РГАУ-МСХА, 2014. – 44 с.

26. Синицина А.А., Вишнякова А.В., Александрова А.А., Монахос С.Г. и др. Влияние условий культивирования на частоту прорастания/регенерации микроспорогенных эмбриоидов Brassica oleracea L. // Известия ТСХА. – 2021. – № 5. – С. 39–54.

27. Синицына А.А. Сравнительная оценка выхода удвоенных гаплоидов Brassica oleracea var. capitata L. и Brassica napus L. в культуре изолированных микроспор / А.А. Синицына, А.В. Вишнякова, С.Г. Монахос // Картофель и овощи. – 2022. – № 4. – С. 37–40. – DOI 10.25630/PAV.2022.29.31.008. – EDN HAFNFC.